原创研究文章

前面。3月科学。，18 October 2022
第二节全球变化与未来海洋
https://doi.org/10.3389/fmars.2022.1017142

高温诱导了一种高海拔鱼类的代谢重编程和脂质重塑，Triplophysa bleekeri

Dengyue元 ^{1 __}，

王晧瑜 ^{1 __}，

刘小秦 ¹，

Siya王 ¹，

金丰史 ¹，

新成 ¹，

Haoran顾 ¹，

广州市小 ^{2 *}而且

下王 ^{1 *}

¹西部(重庆)科学城&西南大学种质创造综合科学中心，重庆
²嘉兴市经济真菌学新种质选育重点实验室，浙江嘉兴

面对持续的全球变暖，热变化对鱼类生理和行为的影响是一个主要的研究重点。关于温度升高对野生鱼类的影响的信息很少。然而，在受控的实验室条件下，温度升高对鱼类的影响可以让我们深入了解在野外可能发生的情况。Triplophysa bleekeri它是一种高高原鱼类，对高温表现出高度的敏感性，是研究温度升高对鱼类影响的良好模型。在本研究中，我们分析了温度逐渐升高对转录和代谢水平的影响t . bleekeri温度以每天0.5°C的速度逐渐变化，直到达到10°C、13°C、16°C和19°C。肝脏、肠道、脾脏和干肾的转录组学结果表明，代谢途径广泛参与对温度升高的响应t . bleekeri．脂质组学结果进一步表明，温度升高会改变脂质组成，3种脂质(PC 14:0e/22:1, PC 18:0e/22:5, TAG 14:3-21:2-21:2)被鉴定为热应激的潜在生物标志物t . bleekeri．此外，观察到不饱和脂肪酸水平的下降t . bleekeri在高温下。这些结果表明高温改变了代谢途径。总之，我们的研究结果有助于提高对鱼类对温度升高的生理反应的理解，并为预测全球变暖对鱼类的影响提供了有价值的信息。

简介

温度是一个重要的非生物因素，它制约着鱼类的地理分布，控制着鱼类的生理和行为参数(尼尔森等人，2009年；达德拉斯等，2017；Forgati等，2017)．鱼类已经进化出适应自然界中一定范围温度变化的能力，例如季节变化和昼夜波动(Crozier和Hutchings, 2014年)．然而，当温度变化的幅度接近或超过鱼类的热耐受范围时，可导致严重的亚致死紊乱和死亡(Donaldson等，2008年)．在全球持续变暖的背景下，超过三分之一的淡水鱼品种所受的威胁已大幅增加(巴巴罗萨等人，2021年)．鱼类的数量、生物多样性和分布已因气温上升和全球极端气候事件增加而发生改变，有些鱼类甚至面临局部灭绝(自由等，2019；Punzón等，2016)。因此，有必要更好地了解温度升高对鱼类生理的影响，以预测全球变暖对鱼类的影响。

鱼类应对温度变化的能力与表型可塑性的程度密切相关(Norin等，2016；Keen等人，2017)．表型可塑性被定义为基因型在不同环境条件下产生不同表型的能力(Pigliucci等人，2006年)．当鱼类面临由温度变化引起的挑战时，它们试图通过产生一连串的可塑性反应(例如神经内分泌、代谢、细胞和免疫反应)来改变自己的生理和行为特征，这一过程被称为适应，以抵抗亚致死和致死效应(Donaldson等，2008年；阿方索等人，2021年)．越来越多的证据表明，转录的可变性是表型可塑性的关键因素，使生物能够适应变化的环境(史密斯等人，2013；Wellband and Heath, 2017；Ecker等人，2018；李等人，2021年)．了解鱼类对温度变化的转录变异性对于评估鱼类在面对气候变化时的热/冷适应能力至关重要。随着测序技术的进步，RNA-seq提供了探索转录反应及其分子机制的机会(Oomen and Hutchings, 2017)．转录对温度下降的可塑性已经在多种硬骨鱼中使用RNA-seq (Long等人，2012；周等人，2019；刘等人，2020；Long等人，2020年)．然而，很少有信息能解释鱼类对温度升高的转录反应(阿方索等人，2021年)．在鱼类看来，急性和慢性高温暴露都是一种应激，会引起应激反应、信号转导、代谢和免疫反应等过程的转录变化(史密斯等人，2013；郭等，2016；黄等，2018；Chen等人，2021年)．就长期热应激而言，与短期挑战研究相比，参与应激和免疫反应的差异表达基因(DEGs)的数量减少(纳勒姆和坎贝尔，2015年；李等，2017)，这表明鱼类在长期热应激后会适应温度升高。

高温高高原鱼类在全球变暖的影响下很脆弱。然而，高原鱼类对温度升高的响应机制仍不清楚。Triplophysa bleekeri白鲢是青藏高原周边地区特有的鱼类，广泛分布于海拔200 - 3000米(王2013年)．的最佳温度范围t . bleekeri是14-15°C，这种鱼甚至可以在12月产卵(约10°C) (王等人，2013)．然而,t . bleekeri由于长期暴露在超过21°C的温度下而死亡。这意味着t . bleekeri对高温非常敏感。因此,t . bleekeri是研究温度升高对鱼类影响的理想模型。为了全面了解温度升高对转录的响应，我们检测了四种温度条件下(10°C、13°C、16°C和19°C)多个组织(肝脏、肠道、干肾和脾脏)的转录变化。这种方法与之前报道的鱼对温度变化的转录反应的研究不同，之前的研究使用单个或两个组织进行RNA-seq。能量代谢相关基因的转录变化是对温度升高的可塑性反应的关键部分(Veilleux等，2015；杰弗里斯等，2016)．因此，我们假设代谢途径的转录水平受温度升高的影响t . bleekeri，导致代谢物的变化。肝脏组织是响应温度变化的代谢重编程的关键(Barat等，2016；Lyu等，2018；保罗等人，2021年)．在这项研究中，我们描述了肝脏中的脂质代谢物的变化t . bleekeri使用混合四极杆飞行时间质谱(UHPLC-QTOF-MS)和气相色谱-质谱(GC-MS)分析。据我们所知，只有少数研究检查了鱼类在高温下的代谢情况。我们的发现揭示了转录和代谢反应t . bleekeri暴露在高温下，为了解鱼类生物学将如何受到全球变暖的影响提供有价值的信息。

材料与方法

动物和采样

他们用辫子从长江的一条支流捕获鱼，然后转移到实验室。饲养在室内水箱(50 × 40 × 30 cm)，水循环系统，温度15°C，光照周期14L:10D。所有的鱼每天喂两次管状虫。在此条件下驯化3周后进行正式试验。驯化后将鱼(体重5.6±0.8 g，体长7.1±0.6 cm)随机分为4组，即10℃组(3箱，n = 9只/箱)、13℃组(3箱，n = 9只/箱)、16℃组(3箱，n = 9只/箱)和19℃组(3箱，n = 9只/箱)。温度从15°C逐渐下降/上升到4种温度条件(10°C, 13°C, 16°C和19°C)，使用恒温器以大约0.5°C/天的速度下降/上升。鱼在上述温度条件下维持2周。然后，将鱼浸泡在冰水中麻醉，并立即解剖，收集肝脏、肠道、躯干肾脏和脾脏样本。这些组织在液氮中快速冷冻1小时，然后保存在−80°C。

所有实验方案均获得西南大学批准，研究在西南大学动物保护与使用机构委员会的方案下进行。

RNA序列

使用动物总RNA分离试剂盒(Foregene，中国)从肝脏、肠道、干肾和脾脏中提取总RNA。RNA的质量和数量检测与我们之前的研究(袁等，2020)．RNA总浓度≥10 μg, RIN≥8的样品进行测序。RNA序列文库使用配对端样品制备试剂盒(Illumina Inc.， USA)构建，文库在Illumina HiSeq 2000测序仪上测序。

RNA-seq数据分析

在生物信息学分析之前，对每个样品的原始测序读数进行质量控制。对原始reads进行过滤，然后将clean reads与参考基因组对齐t . Bleekeri（袁等，2020)使用HISAT (Kim等人，2015)．低温组和高温组的差异表达基因(DEGs)用DESeq2 (《爱等人》，2014)．对各组的deg进行鉴定，并与对照组进行比较t . Bleekeri．p值< 0.01,log为|的基因₂FC| > 1被认为是deg。利用Tbtools (陈等人，2020)．利用R包ggplot和胞景对Go和KEGG富集结果进行可视化分析。基于FPKM值的短时间序列表达Miner (STEM)分析用于聚类、比较和可视化来自四个温度组的基因表达数据。具有相似表达模式的基因被聚成一个剖面(恩斯特和巴尔-约瑟夫，2006年)．

real-time PCR验证RNA-Seq结果

从组织样本中提取总RNA，如前所述，包括肝脏、肠道、干肾和脾脏。cDNA的合成如我们之前的研究所述(袁等，2021年)．Real-time PCR (RT-PCR)在LightCycle 96 (Roche, USA)上进行。根据基因组和转录组数据设计目标基因引物t . bleekeri（袁等，2020)及列于补充表A.1．β肌动蛋白作为内参基因，对相关基因表达进行分析，如我们前期研究所述(袁等，2021年)．

脂质提取UHPLC-QTOF-MS和GC-MS分析

对肝脏样品进行脂质提取，分别取10°C、13°C、16°C和19°C组鱼的肝脏样品各6个。取肝脏样品25 mg，水200 μL，提取液480 μL (V_MTBEV:_甲醇= 5: 1)依次添加。将混合液均质(35hz, 4min)，超声10min。重复三次后，-40℃孵育(1h)， 4℃离心(3000rpm, 15min)，然后上清液(350 μL)在37℃干燥。干燥后的样品在DCM (200 μL) 50%甲醇中超声处理10 min, 4℃(13000 rpm, 15min)离心。取75 μL上清进行UHPLC-QTOF-MS分析。

用460 μL的提取液(V_异丙醇V:_正己烷= 2:3)，然后加入40 μL的十八烷酸(1mg /L)。混合物置于冰水浴中5分钟，然后在4°C (12,000 rpm, 15分钟)下离心。将上清液转移到新鲜管中。然后在混合物中加入提取液500 μL，放入冰水浴中离心15分钟。收集上清液，与先前获得的上清液混合。将400 μL的上清加入新鲜管中，氮气干燥，与200 μL的甲醇和100 μL的(三甲基硅基)重氮甲烷混合，保持15分钟。该混合物在氮气干燥下，160 μL的正己烷中重组，然后在4℃(12000 rpm, 5 min)离心。所得上清用于GC-MS分析。

脂质UHPLC-QTOF-MS分析

脂质分析采用UHPLC系统(AB Sciex, USA)，结合高分辨率质谱仪(Triple TOF 5600, AB Sciex)。用流动相A和b分离脂质。流动相A为40%的水、60%的ACN和10 mmol/L的HCOONH₄流动相B为10% ACN和90% IPA。流动阶段如前所述进行(张等人，2021年)．正离子(POS)模型和负离子(NEG)模型注入量分别为1 μL。使用Triple TOF 5600质谱计在信息依赖采集(IDA)模型上获得MS/MS谱。在IDA模型中，使用分析TF 1.7 (AB Sciex)对全扫描调查MS数据进行持续评估。

GC-MS分析游离脂肪酸

使用安捷伦7890 B气相色谱系统结合安捷伦5977B质谱仪和安捷伦DB-FastFAME毛细管柱(安捷伦技术，美国)分析肝脏样品中的游离脂肪酸(FFA)谱。以氦气为载气(流速3.0 mL/min)。温度程序条件如下:初始温度保持在75°C 1 min，上升到200°C(速率:50°C/min)，保持在200°C 15 min。然后温度上升到210°C(速率:2°C/min)，持续1 min，最后上升到230°C(速率:10°C/min)，保持在230°C，持续16.5 min。分析物在-70 eV下通过电子冲击(EI)电离。随后，在m/z 33 ~ 400连续扫描离子的Scan/SIM模式下获得质谱数据。

脂质数据处理

原始数据文件的格式。wiff格式)转换为特殊格式(mzXML) (Holman等，2014)．然后，XCMS软件(参数:minfrac=0.5;cutoff=0.3)生成MS1的峰值信息，包括保留时间(RT)、峰值面积和m/z值(Tautenhahn等，2012)．基于MS/MS光谱中的RT和m/z值，使用LipidBlast库对脂类进行识别(Kind等，2013)．主成分分析(PCA)和正交投影与潜在结构判别分析(OPLS-DA)与前人研究(文等，2018)，使用oppls - da法获取VIP。采用SPSS 23统计软件进行数据分析，采用Student’s t检验。p-value < 0.05的脂类与VIP > 1差异显著。GraphPad Prism 9软件用于脂质可视化。将不同的脂质用z分数归一化，公式如下:

Z = (x-μ)/σ

式中，z为z -score的值，x为数据的值，μ为数据的均值，σ为数据的标准差的个数。对归一化后的差异脂类进行K-means聚类分析，采用fpc和R中的聚类包来说明脂类随温度升高的变化规律。

结果

rna序列分析揭示了高温下的代谢重编程

为了全面研究转录对温度变化的响应，我们从10°C、13°C、16°C和19°C的肝脏、肠道、脾脏和干肾中提取48个样本进行文库构建和测序。总共获得了2176 Mb的原始读取。所有的原始数据都存在NCBI SRA数据库中。在过滤了原始读取之后，从每个库中获得了大约2133 Mb的干净读取。clean reads的平均Q20和Q30分别为98.14%和94.24%。每个文库中大约92.47%的清洁reads被映射到参考基因组t . bleekeri（补充表A.2)．

通过配对转录组比较，在4个温度组(10°C、13°C、16°C和19°C)中，分别在肠道、脾脏、干肾和肝脏中鉴定出1,150、1,709、1,243和510个deg。在上述组织中，19°C组和10°C组差异最大(补充表A.3)．对DEGs的KEGG和GO参数进行功能富集分析，以阐明参与温度变化的转录响应的分子途径。DEGs(19°C组vs。10°C组)主要富集于脂质代谢过程、脂质生物合成过程、类固醇代谢过程、脂肪酸代谢过程、细胞碳水化合物代谢过程、葡萄糖代谢过程等能量代谢相关类别(图1；补充表A.4)．此外，DEGs在信号转导、免疫反应、应激反应(补充表A.4)．肉碱棕榈酰转移酶1A (CPT1A)作为DEG被所有四种组织共享，并在19°C组上调(补充图A.1；补充表A.4)．

图1

图1差异有统计学意义(19°C组比10°C组)。

为了验证RNA-seq结果，我们随机选取四组肝脏、肠道、脾脏和干肾中的deg，采用RT-PCR进行分析。RT-PCR检测到的DEGs表达模式与RNA-seq数据高度一致(补充图A.2)．

聚类分析揭示了基因随温度升高的动态表达谱

采用聚类分析(STEM)研究了基因随温度升高的动态表达规律。在肠道、脾脏、干肾和肝脏中分别鉴定出10、9、9和8个显著表达谱(P < 0.01)。补充图A.3)．聚类图谱25和0分别反映了随温度升高而一致增加或减少的响应基因。通过GO和KEGG赋值分析25和0基因的生物学功能(P < 0.01)。25谱图中基因主要富集于花生四烯酸代谢、Hedgehog信号通路、范可尼贫血信号通路、DNA修复与重组信号通路、mTOR信号通路、甲状腺激素信号通路、胰岛素信号通路、代谢过程和对刺激的反应(图2)．profile 0中的大部分基因参与核糖体生物生成、糖基磷脂酰肌醇(GPI)锚定蛋白、脂肪细胞因子信号通路、胰高血糖素信号通路、信号转导和细胞对刺激的反应(图2)．

图2

图2基因随温度升高的动态表达谱。(一)温度条件和样品采集。(B)通过STEM分析发现的持续增加和减少基因的表达模式。(C)0和25基因的KEGG富集结果。

非靶向脂组学显示随着温度升高脂质重构

来自10°C、13°C、16°C和19°C组的24份肝脏样本在POS和NEG模式下进行UHPLC-QTOF-MS分析。PCA和OPLS-DA分析表明，上述各组均能较好地分离脂质提取物(图3；补充图A.4)．最后，在已有数据库的基础上鉴定出2560种脂类。进一步分析这些检测到的脂类，以确定差异脂类。在4个温度组中，共识别出265种不同的脂类。这些差异脂质主要归因于磷脂酰胆碱(PC, 12.08%)、三酰甘油(TAG, 10.57%)和磷脂酰乙醇胺(PE, 7.55%) (图3)．19°C组与13°C组的差异脂类数量最多(142)，其次是19°C组与10°C组的差异脂类数量(105)(补充表A.5)．19°C组与13°C组、19°C组与10°C组差异高倍变化的脂质差异见图3．

图3

图3基于UHPLC-QTOF-MS分析的非靶向脂组学结果。(一)样本的PCA图。(B)四种温度组中不同脂类的分类。(C)19°C组与13°C组、19°C组与10°C组差异脂质变化高倍。

聚类分析揭示了热应激的潜在标志

为了研究不同脂类随温度升高的动态变化，采用k -均值分析。共得到9个聚类(图4)，而每一组的不同脂类列表见补充表A.6．簇1和簇9的脂质含量分别随温度的升高而减少和增加。PC 14:0e/22:1, PC 18:0e/22:5, TAG 14:3-21:2-21:2，属于聚类9，在19°温度下含量较高，提示这3种脂类可作为热应激的潜在生物标志物t . bleekeri（图4；补充表A.6)．

图4

图4差异脂质随温度升高的动态变化。

靶向脂质组学显示不饱和脂肪酸在高温下浓度降低

利用GC-MS平台进行靶向脂质组学研究，以评估高温对游离脂肪酸(FFAs)的影响。检测到49个FFAs，与10℃组相比，19℃组有14个FFAs发生显著变化(图5)．在这14种FFAs中，19°C组中只有乙二醇二酸显著升高。不饱和脂肪酸如9-烯酸、9-棕榈烯酸、10-十五烯酸、11-十八烯酸、11-二十烯酸、6,9,12-亚麻酸、7,10,13,16-二十二烯酸、4,7,10,13,16-二十六烯酸在19°C组显著降低。

图5

图510°C和19°C组肝脏游离脂肪酸绝对浓度。*p < 0.05， **p < 0.01， ***p < 0.001。

讨论

在这项研究中，我们使用了两种后基因组方法，转录组学和脂质组学，揭示了转录和脂质的改变t . bleekeri随着温度的升高。RNA-seq分析表明，代谢途径广泛参与对温度变化的响应。在t . bleekeri， DEGs(19°Cvs。10°C)在脂质代谢过程、脂质生物合成过程、类固醇代谢过程和脂肪酸代谢过程中显著富集。这一观察结果与在其他鱼类中观察到的结果相似。脂质代谢相关基因的表达随着温度的升高而发生显著变化黄aurata（Balbuena-Pecino等人，2019年),Scophthalmus马克西姆斯（赵等人，2021年)．在Acanthochromis polyacanthus)的脂质代谢基因在高温下的传代上调幅度最大(Veilleux等，2015)．这些结果表明，脂质代谢在鱼类的耐热性中起着至关重要的作用，这是一种应对高温的守恒机制。

探讨脂质代谢在温度适应中的作用t . bleekeri本研究采用质谱为基础的脂质组学。由于肝脏是脂质代谢的中心角色，我们研究了10°C、13°C、16°C和19°C组肝脏脂质谱的差异。观察到明显的脂质重塑t . bleekeri随着温度的升高。差异脂质中PC、TAG和PE的含量占绝大多数。PC和PE作为结构脂类，是细胞膜的重要成分(科斯肯和西蒙斯，2011年)．在鱼类中，细胞膜的磷脂成分会因温度而改变(法卡斯等人，2001；格里姆等人，2010)．虹鳟鱼(雄鱼mykiss)，肝脏中PC和溶血磷脂酰胆碱(溶血磷脂酰胆碱)的水平在高温下降低(Li等人，2022年)．这里，大部分含有多不饱和脂肪酸(PUFAs)的甘油磷脂，如PC 18:5-22:6和PE 22:4e-20:5在19°C组下调(补充表A.5。)．提示这些PUFAs在大鼠脂质重塑中起重要作用t . bleekeri在高温下，由于膜脂中饱和和不饱和酰基链的比例与膜粘度和流动性密切相关(恩斯特等，2016)．脂肪酸也是膜磷脂的重要组成部分，也是主要的能量来源，在各种组织中发挥重要的生理作用(Wakil和Abu-Elheiga, 2009)．先前的研究表明，脂肪酸参与了对温度变化的代谢响应。高温(6℃)诱导南极南极鱼产生饱和脂肪酸，减少不饱和脂肪酸(Malekar等，2018)．相反，在低温条件下，鱼的不饱和脂肪酸含量增加以维持膜的流动性(格里姆等人，2010；他等人，2015年)．在本研究中，19°C组的亚麻酸(C18:3, n-6)、二十二碳六烯酸(C22:4, n-6)和二十五烯酸(C22:5, n-3)等PUFAs显著降低。综上所述，温度变化引起的脂质饱和度变化是热适应的主要机制。除上述n-3/n-6 PUFAs外，19°C组棕榈酸(C16:0)、棕榈油酸(C16:1)和十八烯酸(C18:1)均显著降低。含有n-3或n-6的脂肪酰基的积累表明这些脂肪酸通过氧化作用的效用降低，而16:0、16:1、18:0和18:1脂肪酸的增加则表明它们的效用增加新创生理条件下的生物合成(汉族,2016)．因此，我们推测高温降低脂质生物合成，但增强脂肪酸氧化t . bleekeri．RNA-seq结果也支持了磷脂和TAG生物合成相关基因的假设，如phosphatidate phosphatase-1（lipin-1) (Bou Khalil等，2009)，在19°C组表达下调(补充表A.3)．相反,磷脂酶B1（PLB1)，参与降解磷脂(赖特等人，2007年)，在19°C组上调(补充表A.4)．此外，表达CPT1A在19°C时，肝脏、肠道、脾脏和干肾中的表达上调(补充表A.4)．CPT1A是一种主要的速率限制酶，参与脂肪酸β-氧化过程，在维持能量内稳态中发挥重要作用(Schlaepfer和Joshi, 2020年)．相似的结果也在大西洋鲑温度的升高显著降低了基因水平(fas，cpla2,elovl2)与脂肪酸生物合成有关，并且增加了CPT1A而且pparα参与脂肪酸β-氧化(Norambuena等，2015)．因此，在高温下，鱼体内的脂质生物合成受到抑制，而脂肪酸β-氧化增强。

高温影响脂质代谢和碳水化合物代谢。先前的一项研究表明，糖原的浓度Notothenia coriiceps由于暴露于高温后葡萄糖-6-磷酸酶(G6Pase)水平的变化(Forgati等，2017)．温度的急剧升高减少了心脏的糖酵解Notothenia俄罗斯，而在肌肉中则观察到相反的结果(Souza等人，2018)．在Scophthalmus马克西姆斯的表达水平G6Pase，一种糖异生的关键酶，表明糖异生被激活是为了应对热应激(杨等人，2020)．在本研究中，我们的研究结果表明，在糖原、葡萄糖、己糖、寡糖和单糖代谢过程中，DEGs显著富集。的表达水平glucose-6-phosphate脱氢酶（G6PD催化磷酸戊糖通路第一步的表达量显著增加，而6-phosphofructokinase（Pfk)是糖酵解过程中关键限速酶，在19°C组显著降低。我们推测高温降低糖酵解，但增强戊糖磷酸途径t . bleekeri．

除了能量代谢，许多关键的生理过程，如免疫、抗应激和DNA修复系统都受到高温的强烈影响。在Oreochromis mossambicus，当鱼被转移到高温时，白细胞计数、吞噬活性和吞噬指数等免疫参数下降，表明高温降低了鱼的免疫能力(Ndong等，2007)．在大西洋鲑，温度升高对补体溶菌活性有负面影响(Jokinen等人，2011年)．在t . Bleekeri， DEGs在Hippo信号通路、nod样受体信号通路和rig - i样受体信号通路中显著富集(补充表A.4)．所有这些途径在先天免疫系统中起着不可或缺的作用(Fritz等人，2006年；曾等，2010；张等，2018)．此外，与先天免疫功能相关的基因，如干扰素调节因子3（IRF3),CXC趋化因子受体1（CXCR1)在19°C组显著下调。因此，我们推测先天免疫t . Bleekeri被高温削弱了。花生四烯酸(ARA)不仅参与脂质代谢的调节，而且在抗应激中发挥重要作用(Xu等，2022)．STEM分析表明，花生四烯酸代谢相关基因表达明显增加t . bleekeri随着温度的升高。之前的研究表明Solea senegalensis喜欢选择随季节温度变化而富含ARA的饮食(Norambuena等，2012)．在马龙saxatilis在次优温度下，饲粮中较高的ARA提高了生产性能(Araújo等，2021年)．这些结果表明ARA在抗热应力方面具有一定的作用。高温诱导产生活性氧和抗氧化蛋白(Devireddy等人，2021年)．在t . bleekeri，我们发现高温下谷胱甘肽过氧化物酶(GPX)的表达量增加。GPX是抗氧化系统中的一种关键酶，保护机体免受氧化应激(Srikanth等，2013)．它表明t . bleekeri启动GPX的表达以减少高温引起的氧化损伤的负面影响。此外，暴露在高温下的许多鱼类的DNA损伤增加(程等，2018；卡斯特罗等人，2020年)．本研究通过STEM分析发现，随着温度的升高，Fanconi贫血通路和DNA修复重组通路相关基因表达量不断增加。这些通路都参与了DNA修复(Kim和D 'andrea, 2012)，这表明t . bleekeri可表现出对升高温度的功能性适应能力。

结论

本研究采用转录组学和脂质组学的方法，综合研究了高温对植物转录和代谢水平的影响t . bleekeri．高温诱导了一系列的转录可塑性反应t . bleekeri这导致了脂质代谢物水平的改变。脂质组学分析中发现的不饱和脂肪酸水平下降与RNA测序发现的脂质生物合成通路相关基因下调一致。因此，我们的研究结果表明，脂质代谢随温度升高而改变。此外，三种油脂(PC 14:0e/22:1, PC 18:0e/22:5, TAG 14:3-21:2-21:2)含量随温度升高而升高，因此在高温下含量较高，被认为是潜在的热应激生物标志物t . bleekeri．但是，这些脂质是否也可以作为其他鱼类热应激的生物标志物，还需要进一步的研究。总之，我们的研究结果有助于提高对鱼类在高温下的转录和代谢变化的理解，并为预测全球变暖对鱼类生物学的潜在影响提供必要的信息。

数据可用性声明

本研究中提供的数据集可以在在线存储库中找到。储存库/储存库的名称和登录号可在文章/中找到补充材料．

道德声明

动物实验已获西南大学动物保护与利用专业委员会审核通过。

作者的贡献

ZW和DY构思并设计了该研究。DY、XC、HG、SW采集样品。DY、XL和JS进行分子实验。HW、DY和SX进行生物信息学分析。DY, SX和ZW撰写了手稿。所有作者都对文章做出了贡献，并批准了提交的版本。

资金

本工作得到中央高校基本科研业务费专项基金(批准号:)资助。SWU-KQ22016)，国家自然科学基金(批准号:32072980)。

致谢

我们非常感谢中国上海百腾生物技术有限公司在代谢组学分析方面的帮助。

利益冲突

作者声明，该研究是在不存在任何可能被解释为潜在利益冲突的商业或金融关系的情况下进行的。

出版商的注意

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补充材料

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补充表3 |肝、肠、脾、干肾四种温度组间基因表达差异显著。

补充表4 |19°C和10°C组差异表达基因KEGG和GO富集结果。

补充表5 |肝脏中脂质在四个温度组间的差异。

补充表6 |用k-means分析确定每个聚类的脂质差异。

补充图1 |显著差异表达的基因。(一)19°C和10°C组4个组织共有差异表达基因。(B)参与能量代谢和免疫反应的基因表达差异显著。

补充图2 |RNA-seq和qPCR结果的比较。

补充图3 |STEM分析鉴定的基因表达模式。

补充图4 |OPLS-DA模型的分数散点图。

参考文献

阿方索·S, Gesto M.， Sadoul B.(2021)。全球变暖背景下温度升高及其对鱼类应激生理的影响。j .鱼。医学杂志。98年,1496 - 1508。doi: 10.1111 / jfb.14599